总RNA提取常见问题分析
Q：RNA降解
A：
1.
新鲜细胞：如果试剂没有问题，且外源性污染也可以排除，那么降解几乎都来自裂解液的用量不足。如
果将裂解液直接加入培养皿中裂解细胞，一定要使裂解液能覆盖住细胞。
2.
新鲜组织：某些富含内源核酸酶的样品(如肝脏，胸腺等)，即使使用电动匀浆器匀浆也不能避免RNA的降解。更可靠的方法是：在液氮条件下将组织研碎，并且
匀浆时使用更多裂解液。
3.
冷冻样品：样品取材后应立即置于液氮中速冻，然后移至-70℃冰箱保存。样品决不能未经液氮速冻而直接保存于-70℃冰箱中。冷冻样品，即使是冷冻细胞，
如果不在液氮条件下研磨碎，而直接加入裂解液中匀浆，RNA也比新鲜样品更容易降解。样品在与裂解液充分接触前决不能出现融化，所以研磨用具必须预冷，在
碾磨过程中要及时补充液氮。样品研碎后，在液氮刚刚挥发完时，将样品迅速转移到含裂解液的容器中，立即混匀匀浆。
4.
外源RNA酶的污染：试剂，器械及实验环境中的RNA酶进入实验系统。
5.
内源RNA酶的污染：抑制剂失效或者用量不够，实验样品过多；匀浆时温度过高。
Q：OD260/OD280比值偏低
A：
1.
蛋白质污染：确保不要吸入中间层及有机相。减少起始样品量，确保裂解完全、彻底。加入氯仿后首先要充分混匀，并且离心分层的离心力和时间要足够。如果所得
RNA的OD260/OD280比值偏低，则用氯仿重新抽提一次，再沉淀，溶解。
2.苯酚残留：确保不要吸入中间层及有机相。加入氯仿后首先要充分混匀，并且离心分层的离心力和时间要足够。
3.多糖或多酚的残留：一些特殊的组织和植物中，多糖、多酚含量较多，这些残留也会导致OD260/OD280比值偏低。因此，从这类材料中提取RNA
时，需要注意多糖、多酚杂质的去除。
4.设备限制：测定OD260及OD280数值时，要使OD260读数在0.1-0.5之间。此范围线性最好。用水稀释样品：测OD值时，对照及样品稀释
液请使用10mM Tris，pH7.5。用水作为稀释液将导致比值偏低。
Q：RNA提取得率低
A：
1.
该组织或者细胞中RNA含量偏低：不同细胞和组织中RNA的丰度不同，如肝脏，胰腺，心脏等是高丰度组织(总RNA含量2-4μg/mg)，脑，胚胎，肾
脏，肺，胸腺，卵巢等是中丰度组织(总RNA含量0.05-2μg/mg)，膀胱，骨，脂肪等是低丰度组织(总RNA含量<0.05μg/mg)。
2.
组织起始量太少或者太多：样品量过少，则细胞组织中RNA含量较低；样品量过多则可能超过裂解液的裂解能力，裂解将不完全，从而导致RNA得率低。
质粒DNA提取常见问题分析
Q: 未提出质粒或质粒得率较低，如何解决？
A:
1. 大肠杆菌老化：请涂布平板培养后，重新挑选新菌落进行液体培养。
2.
质粒拷贝数低：由于使用低拷贝数载体引起的质粒DNA提取量低，可更换具有相同功能的高拷贝数载体。
3.
菌体中无质粒：有些质粒本身不能在某些菌种中稳定存在，经多次转接后有可能造成质粒丢失。例如，柯斯质粒在大肠杆菌中长期保存不稳定，因此不要频繁转接，
每次接种时应接种单菌落。另外，检查筛选用抗生素使用浓度是否正确。
4.
碱裂解不充分：使用过多菌体培养液，会导致菌体裂解不充分，可减少菌体用量或
增加溶液P1、P2和P3的用量。对低拷贝数质粒，提取时可加大菌体用量并加倍使用溶液P1、P2和P3，可以有助于增加质粒提取量和提高质粒质量。
5. 溶液使用不当：溶液P2、P3在温度较低时可能出现浑浊，应置于37℃保温片刻直至溶解为清亮的溶液，才能使用。
6.
吸附柱过载：不同产品中吸附柱吸附能力不同，如果需要提取的质粒量很大，请分
多次提取。若用富集培养基，例如TB或2×YT，菌液体积必须减少；若质粒是非
常高的拷贝数或宿主菌具有很高的生长率，则需减少LB培养液体积。
7. 质粒未全部溶解(尤其质粒较大时)
：洗脱溶解质粒时，可适当加温或延长溶解时间。
8. 乙醇残留：漂洗液洗涤后应离心尽量去除残留液体，再加入洗脱缓冲液。
9. 洗脱液加入位置不正确：洗脱液应加在硅胶膜中心部位以确保洗脱液会完全覆盖硅
胶膜的表面达到最大洗脱效率。
10. 洗脱液不合适：DNA只在低盐溶液中才能被洗脱，如洗脱缓冲液EB(10mM Tris-HCl, 1mM
EDTA，pH8.5)或水。洗脱效率还取决于pH值，最大洗脱效率在pH7.0-8.5间。当用水洗脱时确保其pH值在此范围内，如果pH过低可能导致
洗脱量低。洗脱时将灭菌蒸馏水或洗脱缓冲液加热至60℃后使用，有利于提高洗脱效率。
11.
洗脱体积太小：洗脱体积对回收率有一定影响。随着洗脱体积的增大回收率增高，但产品浓度降低。为了得到较高的回收率可以增大洗脱体积。
12. 洗脱时间过短：洗脱时间对回收率也会有一定影响。洗脱时放置1分钟可达到较好的效果
Q:
质粒纯度不高，如何解决？
A:
1.
混有蛋白：不要使用过多菌体。经溶液P1、P2、P3处理，离心后溶液应为澄清的，如果还混有微小蛋白悬浮物可再次离心去除后再进行下一步骤。
2.
混有RNA：RNaseA处理不彻底，请减少菌体用量或加入溶液P3之后室温放置一段时间。如果溶液P1已保存6个月以上，请在溶液P1中添加
RNaseA。
3.
混有基因组DNA：加入溶液P2和P3后应温和混匀，如果剧烈振荡，可能把基因组DNA剪切成碎片从而混杂在质粒中。如果加入溶液P2后过于粘稠，无法温
和混匀，请减少菌体用量。细菌培养时间过长会导致细胞和DNA的降解，培养时间不要超过16小时。
4.
P3溶液加入时间过长：P3溶液加入后，放置时间不要太长，否则有可能会产生小片段DNA污染。
5.
含大量核酸酶的宿主菌：宿主菌含大量核酸酶，在质粒提取过程中降解质粒DNA，影响提取质粒DNA的完整性，最好选用不含核酸酶的大肠杆菌宿主菌，如
DH5α和Top10。
6.
质粒的二聚体和多聚体形式：质粒复制过程中形成的，与宿主菌相关，电泳可检测出多条条带，单酶切处理后可变成单一条带。
DNA片段纯化与回收常见问题分析
Q：利用凝胶回收试剂盒DNA回收效率较低或者未回收到目的片段？
A： 可能有以下几个原因：
1. 胶块未完全溶解，可适当延长水浴时间，并增加上下颠倒次数辅助溶解；
2. 胶块体积太大，应先将其切为小块，分多次回收；
3.
电泳缓冲液pH太高，硅基质膜在高盐低pH结合DNA，如pH太高，应作适当调整；
4. 漂洗液中未加入无水乙醇。
Q：能否改用去离子水洗脱？
A：可以。但是实验室所用纯水一般pH偏低，可利用NaOH适当调高其pH值，以增加洗脱得率。
Q：回收DNA进行后续酶切实验？
A：洗脱产物含有残留的乙醇会影响酶切，请确保彻底去除漂洗缓冲液，具体方法参见回收效率低的解决方案。
Q：可否使用更小洗脱体积(小于说明书提供的最小洗脱体积)进行洗脱以提高浓度？
A：不可以。因为说明书提供的最少洗脱体积是能完全覆盖吸附膜的最小体积，若减少体积则不能将DNA完全洗脱下来。
Q：电泳检测只有一条目的带，可否选用凝胶回收试剂盒？
A：可以。如果后续实验对片段纯度要求较高，建议即使只有一条带，也可以切胶纯化，其回收得到片段的纯度可能要比直接回收高一些。
Q：琼脂糖凝胶胶块不溶？
A：1. 琼脂糖质量不好。2.
含目的片段的凝胶再空气中放置过久，使胶块失水、干燥，建议切胶后立即进行回收或将胶块保存在4℃或-20℃。3. 制胶的电泳缓冲液浓度过高或陈旧。
