NCB|结直肠癌中抑制细胞凋亡的新通路

　　蛋白质的合成水胞内和胞外两方面信号调控。其中，在翻译起始时，eIF4F对信使RNA的识别并形成三元复合体（ternary complex，简称TC）是其中至关重要的一步【1,2】。在压力信号下，TC的成分之一，eIF2a发生磷酸化，并与eIF2B结合，从而抑制TC的形成【3-6】。直肠癌细胞（colorectal cancers，简称CRCs）中往往可以检测到APC肿瘤抑制因子（APC tumour suppressor）的缺失或者突变【7】，从而导致MYC的上调【8】，而MYC是负责一系列参与翻译和蛋白质合成的转录因子。TC和MYC同样参与蛋白质合成，那么，这两组信号之间是否存在关系呢？

　　2019年11月4日，来自德国维尔茨堡大学的Armin Wiegering和Martin Eilers研究组在Nature Cell Biology杂志上发表了长文A MYC–GCN2–eIF2α negative feedback loop limits protein synthesis to prevent MYC-dependent apoptosis in colorectal cancer，在APC缺失的结肠癌细胞中定义了MYC–GCN2–eIF2α这样一条通路，即eIF2α磷酸化导致MYC下调，从而抑制蛋白质合成。

　　首先，作者采用SW480细胞系，构建了多西环素（doxycycline）所控制的APC缺失（APC-deficient，简称APCdef）和APC重建（APC-restored，简称APCres）细胞系。通过引入包含5000余种翻译相关基因的shRNA库筛选，作者发现，在APCdef细胞中敲除eIF2B5可以显著增加细胞凋亡水平，而细胞中APCres这一现象并不十分明显。这说明，在APC缺失细胞中，eIF2B5可以抑制细胞凋亡。

　　接下来，作者具体研究了eIF2B5所抑制的细胞凋亡模式。有报道指出，APC缺失可以显著提高MYC的信使RNA水平【9】，而高水平的MYC可以诱导细胞凋亡【10】，所以，作者猜测，eIF2B5有可能导致MYC表达水平发生变化。作者采用蛋白免疫印迹的方法发现，在APCdef细胞中敲除eIF2B5，MYC蛋白质表达水平明显升高，但是，信使RNA水平却维持不变。免疫共沉淀实验结果显示，在APCdef细胞中，eIF2B5的缺失可以导致MYC进行大量翻译。另外，在APCdef细胞中在敲除eIF2B5的同时，也敲除MYC，那么细胞凋亡久得到了显著的抑制。这些结果说明，在APCdef细胞中，eIF2B5可以抑制MYC的翻译，从而抑制细胞凋亡。

　　再下来，作者进一步研究在体内，上述现象是否同样存在。作者构建了消化道表皮细胞特异敲除APC的小鼠（VillinCreERApcfl/fl），作者发现，同时eIF2B5异常的小鼠（VillinCreERApcfl/flEif2b5+/-）MYC表达水平和细胞凋亡水平都有所降低。

　　目前并没有构建出以eIF2B5为靶点的小分子，所以作者以eIF2α的磷酸化为研究对象。eIF2α的激酶共有四个，分别是EIF2AK1，EIF2AK2（又名PKR），EIF2AK3和EIF2AK4（又名GCN2）【11】。通过比较APCdef和APCres细胞中这四个激酶的活化状态，作者发现，在APCdef细胞中GCN2和PKR都有明显的活化现象，而较之PKR，GCN2的活化水平更高。接下来，作者通过小分子抑制剂A-92（针对GCN2）和C16（PKR）来抑制激酶活性，发现，在APCdef细胞中，激酶活性抑制会导致细胞生长缓慢和细胞凋亡，并且，A92在有效抑制eIF2α磷酸化的同时，还提高细胞的蛋白质合成水平，并诱导MYC的表达，也就是说，A92与敲除eIF2B5的作用极为类似；当然，较之A92，C16作用效果一般。而APCres细胞中，抑制与否，细胞生长都影响不大。最后，作者采集了8个APC已经发生突变的病人细胞样本，发现这些细胞对A92和C16作用都很敏感。综合上述结果，作者认为，抑制GCN2和PKR，可以起到敲除eIF2B5的作用，即抑制APC突变细胞的生长。

　　这篇文章揭示在APC突变或者缺失的细胞中，eIF2B5缺失或者GCN2活性受到抑制，导致eIF2α磷酸化磷酸化水平降低，MYC水平随之升高，从而影响细胞凋亡水平。这篇文章的亮点有二，一是逻辑结构，作者由细胞系入手，通过生物化学手段研究机制，接下来引入动物实验和人类样本，进一步论证提出机制的可信性，从深度和广度两方面研究问题。二是与结肠癌的联系，因为结肠癌细胞往往APC缺失或者突变，作者由此为切入点，构建细胞和动物模型，颇为新颖；并且，作者还引入和小分子激酶抑制剂，并讨论起作用效果，这为临床药物研发提供了新思路。

　　参考文献

　　1. Truitt, M. L. et al. Differential requirements for eIF4E dose in normal development and cancer. Cell 162, 59–71 (2015).

　　2. Jackson, R. J., Hellen, C. U. & Pestova, T. V. The mechanism of eukaryotic translation initiation and principles of its regulation. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 11, 113–127 (2010).

　　3. Pakos-Zebrucka, K. et al. The integrated stress response. EMBO Rep. 17,1374–1395 (2016).

　　4. Jennings, M. D., Kershaw, C. J., Adomavicius, T. & Pavitt, G. D. Fail-safe control of translation initiation by dissociation of eIF2α phosphorylated ternary complexes. eLife 6, e24542 (2017).

　　5. Kenner, L. R. et al. eIF2B-catalyzed nucleotide exchange and phosphoregulation by the integrated stress response. Science 364, 491–495 (2019).

　　6. Adomavicius, T. et al. The structural basis of translational control by eIF2 phosphorylation. Nat. Commun. 10, 2136 (2019).

　　7. Cancer Genome Atlas Network. Comprehensive molecular characterization of human colon and rectal cancer. Nature 487, 330–337 (2012).

　　8. van de Wetering, M. et al. The beta-catenin/TCF-4 complex imposes a crypt progenitor phenotype on colorectal cancer cells. Cell 111, 241–250 (2002).

　　9. Sansom, O. J. et al. Myc deletion rescues Apc deficiency in the small intestine. Nature 446, 676–679 (2007).

　　10. Murphy, D. J. et al. Distinct thresholds govern Myc’s biological output in vivo. Cancer Cell 14, 447–457 (2008).

　　11. Faller, W. J. et al. mTORC1-mediated translational elongation limits intestinal tumour initiation and growth. Nature 517, 497–500 (2015).