细胞样本在流式细胞仪分选前的处理方法有哪些？

细胞样本在流式细胞仪分选前的处理方法主要包括以下几个方面：

1. 细胞收集：

• 对于贴壁细胞，使用胰酶等消化液将其从培养容器表面解离下来。

• 对于悬浮细胞，直接收集培养液。

2. 离心洗涤：

• 收集的细胞通过离心去除上清液，一般转速在 1000 - 1500 rpm 左右，离心时间 5 - 10 分钟。

• 用适当的缓冲液（如 PBS）重悬细胞并再次离心，以去除残留的培养基成分或其他杂质。

3. 细胞计数和浓度调整：

• 使用细胞计数板或自动细胞计数仪确定细胞数量，并将细胞浓度调整到适合流式细胞仪检测和分选的范围，通常为 1×10^6 - 1×10^7 个/mL。

4. 去除细胞碎片：

• 可以通过滤网过滤（如 30 - 70 μm 孔径的滤网）去除较大的细胞团块和碎片。

5. 荧光标记：

• 根据实验目的，使用特异性的荧光染料或荧光标记的抗体对细胞进行标记。标记过程中需注意控制标记条件（如温度、时间、抗体浓度等）以保证标记效果。

6. 固定和通透（如有需要）：

• 如果要检测细胞内的抗原或进行细胞内染色，可能需要对细胞进行固定和通透处理。常用的固定剂有甲醛、多聚甲醛等，通透剂有皂素、Triton X-100 等。

7. 封闭（如有需要）：

• 为减少非特异性结合，可用血清或 BSA 等封闭剂处理细胞。

8. 细胞活性检测（可选）：

• 使用如碘化丙啶（PI）、7-AAD 等染料检测细胞活性，以便在分选时排除死细胞。