JEM|史庆华团队揭示DNAH17错义突变导致弱精子症

　　根据世界卫生组织的标准【1】，精液中前向运动的精子少于32%即为弱精子症。运动能力低下的精子难以穿过女性生殖道而与卵子结合，从而导致生育力低下甚至不育。研究表明，弱精子症约占男性不育的19% 【2】。尽管许多因素（如生活方式、环境污染、精索静脉曲张以及感染等）可能会导致弱精子症，但遗传因素也是不可忽视的原因【3-5】。

图1. 精子轴丝横断面结构模式图（A. 正常情况下；B. DNAH17突变后；修改自[6]）。

　　精子尾部的核心结构又被称为轴丝，它是由9组微管二联体围绕两根中央微管单体形成的9+2结构（图1-A，【6】），是精子运动的结构基础。每组微管二联体可分为A、B亚微管，其中A亚微管呈“O”字形，B亚微管呈“C”字形，其开口的两端附着于A亚微管上。根据两根中央微管单体所在的水平面把微管二联体分成两部分，一部分有4组微管二连体，另一部分有3组微管二联体。在三组微管二联体中，其中间的被定义为1号微管二联体，顺着B亚微管开口的方向，依次为2-9号微管二联体。A亚微管上附着有内、外动力臂，这些臂是由重链、中间链和轻链蛋白组成，其中重链蛋白（dynein axonemal heavy chains）能够水解ATP，为精子运动提供能量【7，8】。

　　2019年10月28日，中国科学技术大学史庆华教授团队在The Journal of Experimental Medicine上发表了题为A DNAH17 missense variant causes flagella destabilization and asthenozoospermia的论文。他们首次报道了DNAH17（dynein axonemal heavy chains）纯合错义突变特异引发4-7号微管二联体不稳定（图1-B），并导致弱精子症。

　　首先，史庆华课题组发现了一个巴基斯坦近亲结婚家系，该家系共有3位男性不育患者，患者精子数目和形态正常、但运动能力低下，表现为弱精子症。利用透射电子显微镜对患者的精子尾部结构进行观察，发现其精子尾部中段结构正常，但主段和尾段呈现高比例的4-7号微管二联体缺失（图2-A）。通过对该家系成员的全外显子测序和Sanger测序等分析，锁定DNAH17的纯合错义突变（c.G5408A，p.C1803Y）为该家系弱精子症的潜在致病突变。

　　DNAH17蛋白是位于轴丝外动力臂上的重链蛋白，能够水解ATP，从而为精子运动提供能量。该研究检测了DNAH17蛋白在不同组织中的表达和定位，发现DNAH17特异性地表达于睾丸中，且主要定位在精子尾部。为了确定他们发现的DNAH17突变是否会导致精子尾部轴丝异常，史庆华教授团队利用CRISPR/Cas9技术制备了与患者突变相同的小鼠模型。发现Dnah17突变小鼠也呈现与患者同样的精子异常，即精子运动能力显著下降，附睾尾内精子尾部中段结构正常，但主段和尾段呈现高比例的4-7微管二联体缺失，表明DNAH17的这种纯合错义突变确实会导致弱精子症。进一步的研究发现，突变小鼠睾丸、附睾头和附睾体中的精子轴丝结构都未见异常，只有附睾尾中的精子才呈现4-7号微管二联体的缺失（图2-B）， 提示4-7号微管二联体的缺失不是由于精子尾部发育过程中的微管形成缺陷导致的。

　　图2. DNAH17突变病人和Dnah17突变小鼠精子尾部横断面代表性照片（黄色数字表示未见明显异常的微管二联体；红色数字表示缺失的微管二联体；红色箭头指示4-7号微管二联体缺失；蓝色箭头指示非4-7号微管二联体缺失的异常）

　　附睾尾是精子存储的场所，那么精子尾部4-7号微管二联体的缺失是不是由于附睾尾部微环境或精子在附睾内储存时间长而导致的呢？为回答这些问题，作者将附睾体末端结扎，使精子不能进入附睾尾。有趣的是，随结扎时间延长，突变小鼠附睾体中的精子也呈现高比例的尾部中段和尾段4-7号微管二联体缺失（图2-B），提示：不是由于附睾尾部微环境而是由于精子的长时间储存导致了精子尾部中段和尾段4-7号微管二联体不稳定。

　　该研究成果首次揭示动力臂蛋白对维持精子尾部轴丝结构的稳定是必需的，也提示精子尾部9组微管二联体的结构、分子组成和性质可能不同。这些发现不仅加深了对精子尾部轴丝结构的认识，也为这类弱精子症患者的诊断、研发新的治疗方法、以及以生育为目的的指导同房等提供了科学依据。

　　原文链接：

　　http://jem.rupress.org/content/early/2019/10/25/jem.20182365

　　参考文献

　　1. World Health Organization. 2010. WHO Laboratory Manual for the Examination and Processing of Human Semen. Fifth edition. World Health Organization, New York.

　　2. Curi, S.M., J.I. Ariagno, P.H. Chenlo, G.R. Mendeluk, M.N. Pugliese, L.M. Sardi Segovia, H.E. Repetto, and A.M. Blanco. 2003. Asthenozoospermia: analysis of a large population. Arch. Androl. 49:343–349.

　　3. Adams, J.A., T.S. Galloway, D. Mondal, S.C. Esteves, and F. Mathews. 2014. Effect of mobile telephones on sperm quality: a systematic review and meta-analysis. Environ. Int.70:106–112.

　　4. Ortega, C., G. Verheyen, D. Raick, M. Camus, P. Devroey, and H. Tournaye. 2011. Absolute asthenozoospermia and ICSI: what are the options? Hum. Reprod. Update. 17:684–692.

　　5. Salas-Huetos, A., M. Bulló, and J. Salas-Salvadó. 2017. Dietary patterns, foods and nutrients in male fertility parameters and fecundability: a systematic review of observational studies. Hum. Reprod. Update. 23: 371–389.

　　6. Lindemann, C.B. and Lesich, K.A. 2010. Flagellar and ciliary beating: the proven and the possible. J Cell Science. 123:519-528.

　　7. Roberts, A.J., T. Kon, P.J. Knight, K. Sutoh, and S.A. Burgess. 2013. Functions and mechanics of dynein motor proteins. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 14: 713–726.

　　8. Kikkawa, M. 2013. Big steps toward understanding dynein. J. Cell Biol. 202:15–23.