Nature|介导X染色体失活关键调控因子

　　X染色体失活（X-chromosome inactivation）现象指的是在雌性哺乳动物中有一条X染色体被随机沉默，是在1961年由Mary Lyon发现的【1】，因此该现象又被称为里昂化（Lyonization）。X染色体失活现象发现到现在约60年的时间里，关于该现象的研究已有数千篇，但其中的机制仍有不甚明朗之处。

　　2020年2月6日，德国海德堡欧洲分子生物学实验室（EMBL）Edith Heard研究组在Nature发文题为SPEN integrates transcriptional and epigenetic control of X-inactivation，发现SPEN对于胚胎植入前的小鼠胚胎以及胚胎干细胞中X染色体中基因沉默起始非常关键，揭开了SPEN调控X染色体失活的具体分子机制。

　　Xist是调控X染色体失活的重要lncRNA（Long non-coding RNA），前人通过多种系统性相互作用组的方式发现了与Xist相互作用的蛋白【2-4】。其中SPEN（一种转录抑制因子）通过与Xist中A-repeat结构域相互作用而促进基因沉默【2】。但是SPEN的具体作用机制并不清楚。为了对SPEN的在X染色体失活中的作用，作者们使用生长素诱导的降解子（Auxin-inducible degron, AID）系统控制体内SPEN蛋白的降解（图1）【5】。使用AID系统，在对小鼠胚胎干细胞进行生长素处理的1小时后SPEN蛋白质水平显著降低，而移除生长素后SPEN的蛋白质水平又可以快速恢复回来，说明AID依赖的SPEN蛋白质控制非常灵敏且有效。

图1 通过AID系统内源降解SPEN蛋白

　　在此基础上，作者们在诱导Xist表达并清除SPEN之后进行了RNA-seq。作者们发现与前人的结果相一致的是，SPEN的敲除并不会影响Xist的定位【3】。然而，在没有SPEN的情况下，整个X染色体上的基因沉默几乎完全消失。382个X连锁的基因中大约有80%完全依赖于SPEN调控的基因沉默。进一步地，作者们对小鼠早期胚胎发育过程进行研究后发现早期X染色体失活以及基因沉默同样也依赖于SPEN。

　　那么，SPEN是在什么时候被Xist招募到染色体上的呢？作者们通过HaloTag标记【6】与RNA FISH联用的方式发现SPEN在X染色体失活过程中Xist开始覆盖在X染色体上的时候就会被招募过来。通过染色体结构捕获技术科学家们发现，失活的X染色体会被折叠形成巨大结构域（Megadomain），除了逃逸基因之外其他拓扑结构域（Topologically associating domains, TADs）全部消失【7】。Xist RNA之前被发现与失活的X染色体结构相关【4】。但是作者们发现，在敲除SPEN之后，失活的X染色体的结构没有明显的变化。

　　为了确认SPEN在X染色体过程中是如何发挥作用的，作者们对SPEN包含的不同结构域进行了短截片段的分析。SPEN是一个非常大的蛋白（大约400kDa），包含四个RNA识别结构域(RRM)，一个细胞核受体互作结构域（Nuclear receptor interaction domain, RID）以及一个SPOC(SPEN paralogue/orthologue C-terminal)结构域。其中RRM2-4对于SPEN的招募以及基因沉默非常关键，这与前人在体外进行的实验结果是一致的【8】。而SPOC的敲除虽然对于SPEN的招募被没有什么影响，但是却显著影响X染色体失活。这说明，SPOC对于X染色体失活过程非常关键。作者们通过研究发现，SPOC结构域是SPEN和Xist与转录调控以及染色质调节多种因子相互作用的桥梁，他们一起作用调节X染色体失活过程中的基因沉默。而SPEN的积累伴随着Xist在X染色体上的延伸，SPEN倾向于在结合在X染色体上活跃表达的基因，说明SPEN能够依赖于转录活性靶向染色质上的靶点基因。而且，这些靶点都是受到SPEN调控基因沉默的基因。另外，作者们发现SPEN结合峰与RNAPII磷酸化S5位点大量重合，S5位点与转录起始相关。这些结果表明，SPEN发挥作用的机制是通过在启动子和增强子区域的调节来促进基因沉默的。

　　总的来说，Edith Heard研究组的工作发现RNA介导招募的SPEN是X染色体失活过程中的重要调控因子。SPEN通过将转录机器以及其他例如组蛋白去乙酰化酶以及染色体重塑因子等调控信号通路与Xist之间相互联系，确保了稳健而有效的X染色体失活。

图2 Xist招募SPEN联结转录机器、组蛋白去乙酰化酶以及染色体重塑因子等确保X染色体失活过程的模式图

　　参考文献

　　1. Lyon, M. F. Gene action in the X-chromosome of the mouse (Mus musculus L.). Nature 190, 372-373, doi:10.1038/190372a0 (1961).

　　2. Chu, C. et al. Systematic discovery of Xist RNA binding proteins. Cell 161, 404-416, doi:10.1016/j.cell.2015.03.025 (2015).

　　3. McHugh, C. A. et al. The Xist lncRNA interacts directly with SHARP to silence transcription through HDAC3. Nature 521, 232-236, doi:10.1038/nature14443 (2015).

　　4. Minajigi, A. et al. Chromosomes. A comprehensive Xist interactome reveals cohesin repulsion and an RNA-directed chromosome conformation. Science 349, doi:10.1126/science.aab2276 aab227610.1126/science.aab2276 (2015).

　　5 Nishimura, K., Fukagawa, T., Takisawa, H., Kakimoto, T. & Kanemaki, M. An auxin-based degron system for the rapid depletion of proteins in nonplant cells. Nat Methods 6, 917-922, doi:10.1038/nmeth.1401 (2009).

　　6 Grimm, J. B. et al. A general method to improve fluorophores for live-cell and single-molecule microscopy. Nat Methods 12, 244-250, 243 p following 250, doi:10.1038/nmeth.3256 (2015).

　　7 Giorgetti, L. et al. Structural organization of the inactive X chromosome in the mouse. Nature 535, 575-579, doi:10.1038/nature18589 (2016).

　　8 Lu, Z. et al. RNA Duplex Map in Living Cells Reveals Higher-Order Transcriptome Structure. Cell 165, 1267-1279, doi:10.1016/j.cell.2016.04.028 (2016).