大鼠和小鼠尾静脉注射技巧
1. 将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较轻易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。在一些非凡的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用非凡的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。或者用这个方法：(1)小鼠要固定好，自制一个笼子，前面通气，中间最好有一个挡板，让小鼠不能后退，筒子后面开一个口，尾巴从这里出来，这样固定牢靠；(2)注射前尾巴用稍热的水浸泡几分钟，有利于注射；(3)先远后尽，不要一开始就从尾根部，那样失败了不好办；(4)进血管后注重保持稳定，针尖很轻易刺穿血管的。至于能否穿进，个人手感如何，全靠自己啦。多练习，一定很快把握的，不难......阅读全文
大鼠和小鼠尾静脉注射技巧
1. 将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较轻易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。在一些非凡
大鼠和小鼠尾静脉注射技巧与心得
关键步骤是:1. 将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定
体内转染之小鼠尾静脉注射技巧
1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间， 如空间较大，可加入一些填充物，防止小鼠在注射时乱动。2.尾静脉的准备可以将小鼠尾部在50℃左右温水浸浴2分钟，以扩张静脉。3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。背部1天，两侧各1条。由
小鼠尾静脉注射方法
实验材料 小鼠仪器、耗材 大培养皿注射器酒精棉实验步骤 在靠近实验台边缘处, 用大培养皿扣住小鼠, 左手抓住小鼠尾巴, 用酒精棉球擦尾巴, 可见到两侧静脉; 注射前应确认针管内无气泡, 注射时由尾尖开始,顺向刺入。失败后再逐渐移向根部重刺, 若准确刺入静脉内, 推进时无阻力, 一般可注入0.1—0.
小鼠尾静脉注射方法
实验材料小鼠仪器、耗材大培养皿注射器酒精棉实验步骤在靠近实验台边缘处, 用大培养皿扣住小鼠, 左手抓住小鼠尾巴, 用酒精棉球擦尾巴, 可见到两侧静脉; 注射前应确认针管内无气泡, 注射时由尾尖开始,顺向刺入。失败后再逐渐移向根部重刺, 若准确刺入静脉内, 推进时无阻力, 一般可注入0.1—0.5ml
尾静脉注射快速入门技巧
动物实验当中，小鼠给药的方式有多重，常见的有灌胃，腹腔，皮下，尾静脉，饮食等。相比于灌胃、皮下，腹腔等给药方法，尾静脉注射可能是相对有难度的一种给药方式。对于新手来说，尾静脉难以操作成功。但是通过合适的方法，多加练习，也能轻松掌握！ 固定装置很重要 注意！尾静脉注射固定装置很重要，这是成功的首要条
如何解决大鼠尾静脉注射比小鼠还难的问题？
其实大鼠尾静脉注射步骤和小鼠基本类似，只是...... 因为大鼠，个体更大，难固定、易挣扎；尾巴颜色深，不易辨别血管；尾巴质地更粗糙，扎针力度要更大； 因此大鼠尾静脉注射操作难度更大。如下图分别为小鼠和大鼠的尾巴，可见大鼠尾巴的质地粗糙，难辨别血管的特点： 小鼠尾巴（左）和大鼠尾巴（右） 大鼠尾静
大小鼠尾静脉注射难点指导
实验动物中采用的给药方法众多，根据药物性质和实验目的不同，需要采用不同的给药方式，如上一期介绍的灌胃、腹腔、皮下注射及静脉注射给药，在这几种给药方式中尾静脉给药难度最大，却也是我们不可或缺的实验技能。今天，就和大家分享下尾静脉注射的技巧。本次文章内容丰富全面，主要分为2部分，尾静脉注射基本步骤和技术
ZL02B大鼠尾静脉注射显像仪
ZL-02B大鼠可视尾静脉注射仪是用于大鼠尾注射的一款仪器，以往给大鼠注射都是靠盲打，靠经验，对科研新手来说极其困难，有了大鼠尾静脉注射仪，可以大大提高注射效率，该仪器可以显示出尾部血管位置，可看到针头注射动作，装有自动压尾装置，实验人员一个人既可操作。详情介绍：1、注射仪尺寸：275*160*12
大鼠、小鼠针刺尾静脉取血实验
实验材料 大鼠 小鼠试剂、试剂盒 酒精棉球仪器、耗材 注射器实验步骤 先固定动物，用酒精棉球消毒尾部，然后对准尾尖部向上数厘米处的静脉用注射针刺入后立即拔出。采血后用局部压迫、烧烙等方法进行止血。
大鼠、小鼠针刺尾静脉取血实验
实验材料大鼠小鼠试剂、试剂盒酒精棉球仪器、耗材注射器实验步骤先固定动物，用酒精棉球消毒尾部，然后对准尾尖部向上数厘米处的静脉用注射针刺入后立即拔出。采血后用局部压迫、烧烙等方法进行止血。
大鼠、小鼠剪尾尖取血实验
实验材料大鼠小鼠仪器、耗材小动物实验台注射器酒精实验步骤将动物固定或麻醉后，露出鼠尾，将尾巴置于45℃～50℃热水中浸泡数分钟，使血管扩张。擦干鼠尾后，将尾尖剪去1～2mm（小鼠）或5mm（大鼠）。从尾根部向尾尖部按摩，血即从断端流出。
大鼠、小鼠剪尾尖取血实验
实验材料 大鼠 小鼠仪器、耗材 小动物实验台注射器酒精实验步骤 将动物固定或麻醉后，露出鼠尾，将尾巴置于45℃～50℃热水中浸泡数分钟，使血管扩张。擦干鼠尾后，将尾尖剪去1～2mm（小鼠）或5mm（大鼠）。从尾根部向尾尖部按摩，血即从断端流出。
基本方案1－尾静脉注射传递重组腺病毒到小鼠肝脏
实验材料成年小鼠试剂、试剂盒乙醇重组腺病毒悬液仪器、耗材带铁丝盖的鼠笼加热灯小鼠限制器棉纱店注射器实验步骤1.一个鼠笼装 6 只小鼠，加热灯置铁丝盖上方 6~10in(15~25 cm) 给小鼠取暖。观察小鼠，约 5 min 后，它们会在角落里缩做一团，准备注射。不要在角落的位置照射小鼠。2.取一只
大小鼠静脉注射实验
实验材料 大鼠 小鼠仪器、耗材 注射器实验步骤 一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有3根，两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉较易固定，应优先选择。注射前先将动物固定在鼠筒或玻璃罩内，使鼠尾露出，在45℃～50℃热水中浸泡，或用酒精擦拭，使血管扩张。用拇指和食指捏住尾根部，再以无名指和小指夹住尾端部，用中指从
大小鼠静脉注射实验
静脉注射（Intravenous injection）是一种医疗方法，可以用于把血液、药液、营养液等液体物质直接注射到静脉中。实验方法原理鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将
Hamilton微量注射器在大鼠、小鼠等实验动物注射上的应用...
Hamilton微量注射器在大鼠、小鼠等实验动物注射上的应用方法和注射技巧1. 皮下注射：皮下注射较为简单，一般都取背部及后腿皮下。小鼠通常在背部皮下注射，将皮肤拉起，注射针刺入皮下，把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物。拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。熟练者可把
大小鼠的注射技术指导
尾静脉注射是大鼠最常用的给药方式之一，然而有时候如药代动力学实验我们需要在尾静脉进行多次血液样品的采集，那么若进行尾静脉给药便不可取；另外有时候不少同学经常把尾巴都快打烂了，却依然没成功，此时我们就得寻找新的静脉继续注射了。往期我们已介绍了大鼠的尾静脉注射方法，本期就为大家介绍一条新的又很实用的静脉
实验动物的编号、抓取和固定方法
1、实验动物的编号实验时，为了分组和辨别的方便，常需事先为实验动物进行编号。常用的编号方法如下：1）染料标记法：常用染料——红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3%～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的乙醇溶液。标记规则——根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染
小鼠大鼠的采血方法
割（剪）尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3～0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉
实验动物接种途径和接种方法试验——静脉接种
实验材料实验动物试剂、试剂盒病毒试剂仪器、耗材注射器实验步骤静脉接种。可造成病毒全身性感染，可观察病毒的致病性或机体对病毒的清除机制。(1) 小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有 3 根，左右两侧和背侧各 1根．两侧尾静脉比较容易固定，常被采用。(2) 豚鼠的静脉注射：一般采用前肢皮
大鼠及小鼠麻醉剂量
IM:肌肉注射 IV:静脉注射 SC:皮下注射 IP:腹腔注射药 物剂量途径麻醉前给药 Atropine 0.002-0.005 mg/100 g BW0.12 mg/100 g BW IM, IV, SC*IP*镇静剂 AcepromazineDiazepamKetami
大鼠、小鼠心脏取血实验
实验材料 大鼠 小鼠试剂、试剂盒 酒精棉球仪器、耗材 小动物实验台注射器酒精实验步骤 先将动物仰卧固定，左手食指在左侧第3～4肋间触到心尖搏动最强处，右手用连有针头的注射器在此穿刺。由于心脏跳动血液进入注射器。小鼠约0.5～0.6ml，大鼠约0.8～1.2ml。
大鼠、小鼠眼部取血实验
可采用眼球后静脉丛取血法。用7号针头连接1ml的注射器或10ml长玻璃管（一端烧制拉成直径1～1.5mm的毛细管）。取血时左手抓住鼠两耳之间的皮肤使头固定，轻轻压迫颈部两侧，阻碍头部静脉回流，使眼球充分外突，球后静脉丛充血。右手持注射器或玻管，将其插入内眦部，向眼底方向旋转插入。插入深度：小鼠为2～
大鼠、小鼠断头取血实验
实验材料 大鼠 小鼠试剂、试剂盒 酒精棉球仪器、耗材 小动物实验台注射器酒精剪刀实验步骤 这需要二人配合操作，采血者用左手将大（小）鼠的头颈部握紧，右手抓住躯干和后肢，将颈部暴露。助手用剪刀将鼠颈剪断（用力要大），采血者应迅速将大（小）鼠倒置，让血滴入容器。此方法用于实验结束后血液采集量大时。
大鼠及小鼠麻醉剂量
IM:肌肉注射 IV:静脉注射 SC:皮下注射 IP:腹腔注射药 物剂量途径麻醉前给药 Atropine 0.002-0.005 mg/100 g BW0.12 mg/100 g BW IM, IV, SC*IP*镇静剂 AcepromazineDiazepamKetami
大鼠、小鼠眼部取血实验
实验步骤可采用眼球后静脉丛取血法。用7号针头连接1ml的注射器或10ml长玻璃管（一端烧制拉成直径1～1.5mm的毛细管）。取血时左手抓住鼠两耳之间的皮肤使头固定，轻轻压迫颈部两侧，阻碍头部静脉回流，使眼球充分外突，球后静脉丛充血。右手持注射器或玻管，将其插入内眦部，向眼底方向旋转插入。插入深度：小
大鼠、小鼠断头取血实验
实验材料大鼠小鼠试剂、试剂盒酒精棉球仪器、耗材小动物实验台注射器酒精剪刀实验步骤这需要二人配合操作，采血者用左手将大（小）鼠的头颈部握紧，右手抓住躯干和后肢，将颈部暴露。助手用剪刀将鼠颈剪断（用力要大），采血者应迅速将大（小）鼠倒置，让血滴入容器。此方法用于实验结束后血液采集量大时
小鼠、大鼠安乐死方法
投稿人：郭晓冲 中国医科大学动物部写给看文献的你们 系列四：小鼠、大鼠安乐死方法！！！当实验动物完成了它的使命后，它应该有权利没有痛苦的死去。安乐死是人类文明的产物，对实验动物进行安乐死也是文明的体现。美国兽医协会推出的动物安乐死指南（AVMAGuidelines for the Euthanasi
大鼠、小鼠心脏取血实验
实验材料大鼠小鼠试剂、试剂盒酒精棉球仪器、耗材小动物实验台注射器酒精实验步骤先将动物仰卧固定，左手食指在左侧第3～4肋间触到心尖搏动最强处，右手用连有针头的注射器在此穿刺。由于心脏跳动血液进入注射器。小鼠约0.5～0.6ml，大鼠约0.8～1.2ml。