大小鼠尾静脉注射难点指导
实验动物中采用的给药方法众多，根据药物性质和实验目的不同，需要采用不同的给药方式，如上一期介绍的灌胃、腹腔、皮下注射及静脉注射给药，在这几种给药方式中尾静脉给药难度最大，却也是我们不可或缺的实验技能。今天，就和大家分享下尾静脉注射的技巧。本次文章内容丰富全面，主要分为2部分，尾静脉注射基本步骤和技术深度分析与拓展，涵盖几种小鼠品系的尾静脉注射技巧，并附有专业视频分析，非常值得大家阅读哦！Part Ⅰ 实验基本步骤1. 准备工作 （1ml注射器，酒精棉球，小鼠固定器）如下图：2. 小鼠的固定 （3种方式）尾静脉注射时需要把小鼠固定，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，露出尾巴即可。最好使用小鼠固定器，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间，防止注射时乱动。然而我们却总是面临小鼠固定器损坏或丢失的情况，或者有的同学压根嫌弃固定器，觉得安装起来太麻烦，这里分享给大家2个替补的好方案，简单快捷。笼盖压尾法：......阅读全文
小鼠尾静脉注射方法
实验材料 小鼠仪器、耗材 大培养皿注射器酒精棉实验步骤 在靠近实验台边缘处, 用大培养皿扣住小鼠, 左手抓住小鼠尾巴, 用酒精棉球擦尾巴, 可见到两侧静脉; 注射前应确认针管内无气泡, 注射时由尾尖开始,顺向刺入。失败后再逐渐移向根部重刺, 若准确刺入静脉内, 推进时无阻力, 一般可注入0.1—0.
小鼠尾静脉注射方法
实验材料小鼠仪器、耗材大培养皿注射器酒精棉实验步骤在靠近实验台边缘处, 用大培养皿扣住小鼠, 左手抓住小鼠尾巴, 用酒精棉球擦尾巴, 可见到两侧静脉; 注射前应确认针管内无气泡, 注射时由尾尖开始,顺向刺入。失败后再逐渐移向根部重刺, 若准确刺入静脉内, 推进时无阻力, 一般可注入0.1—0.5ml
大鼠和小鼠尾静脉注射技巧
1. 将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较轻易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。在一些非凡
大小鼠尾静脉注射难点指导
实验动物中采用的给药方法众多，根据药物性质和实验目的不同，需要采用不同的给药方式，如上一期介绍的灌胃、腹腔、皮下注射及静脉注射给药，在这几种给药方式中尾静脉给药难度最大，却也是我们不可或缺的实验技能。今天，就和大家分享下尾静脉注射的技巧。本次文章内容丰富全面，主要分为2部分，尾静脉注射基本步骤和技术
体内转染之小鼠尾静脉注射技巧
1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间， 如空间较大，可加入一些填充物，防止小鼠在注射时乱动。2.尾静脉的准备可以将小鼠尾部在50℃左右温水浸浴2分钟，以扩张静脉。3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。背部1天，两侧各1条。由
大鼠和小鼠尾静脉注射技巧与心得
关键步骤是:1. 将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定
如何解决大鼠尾静脉注射比小鼠还难的问题？
其实大鼠尾静脉注射步骤和小鼠基本类似，只是...... 因为大鼠，个体更大，难固定、易挣扎；尾巴颜色深，不易辨别血管；尾巴质地更粗糙，扎针力度要更大； 因此大鼠尾静脉注射操作难度更大。如下图分别为小鼠和大鼠的尾巴，可见大鼠尾巴的质地粗糙，难辨别血管的特点： 小鼠尾巴（左）和大鼠尾巴（右） 大鼠尾静
基本方案1－尾静脉注射传递重组腺病毒到小鼠肝脏
实验材料成年小鼠试剂、试剂盒乙醇重组腺病毒悬液仪器、耗材带铁丝盖的鼠笼加热灯小鼠限制器棉纱店注射器实验步骤1.一个鼠笼装 6 只小鼠，加热灯置铁丝盖上方 6~10in(15~25 cm) 给小鼠取暖。观察小鼠，约 5 min 后，它们会在角落里缩做一团，准备注射。不要在角落的位置照射小鼠。2.取一只
尾静脉注射快速入门技巧
动物实验当中，小鼠给药的方式有多重，常见的有灌胃，腹腔，皮下，尾静脉，饮食等。相比于灌胃、皮下，腹腔等给药方法，尾静脉注射可能是相对有难度的一种给药方式。对于新手来说，尾静脉难以操作成功。但是通过合适的方法，多加练习，也能轻松掌握！ 固定装置很重要 注意！尾静脉注射固定装置很重要，这是成功的首要条
大小鼠静脉注射实验
实验材料 大鼠 小鼠仪器、耗材 注射器实验步骤 一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有3根，两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉较易固定，应优先选择。注射前先将动物固定在鼠筒或玻璃罩内，使鼠尾露出，在45℃～50℃热水中浸泡，或用酒精擦拭，使血管扩张。用拇指和食指捏住尾根部，再以无名指和小指夹住尾端部，用中指从
大小鼠静脉注射实验
静脉注射（Intravenous injection）是一种医疗方法，可以用于把血液、药液、营养液等液体物质直接注射到静脉中。实验方法原理鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将
ZL02B大鼠尾静脉注射显像仪
ZL-02B大鼠可视尾静脉注射仪是用于大鼠尾注射的一款仪器，以往给大鼠注射都是靠盲打，靠经验，对科研新手来说极其困难，有了大鼠尾静脉注射仪，可以大大提高注射效率，该仪器可以显示出尾部血管位置，可看到针头注射动作，装有自动压尾装置，实验人员一个人既可操作。详情介绍：1、注射仪尺寸：275*160*12
大鼠、小鼠针刺尾静脉取血实验
实验材料 大鼠 小鼠试剂、试剂盒 酒精棉球仪器、耗材 注射器实验步骤 先固定动物，用酒精棉球消毒尾部，然后对准尾尖部向上数厘米处的静脉用注射针刺入后立即拔出。采血后用局部压迫、烧烙等方法进行止血。
大鼠、小鼠针刺尾静脉取血实验
实验材料大鼠小鼠试剂、试剂盒酒精棉球仪器、耗材注射器实验步骤先固定动物，用酒精棉球消毒尾部，然后对准尾尖部向上数厘米处的静脉用注射针刺入后立即拔出。采血后用局部压迫、烧烙等方法进行止血。
大鼠、小鼠剪尾尖取血实验
实验材料大鼠小鼠仪器、耗材小动物实验台注射器酒精实验步骤将动物固定或麻醉后，露出鼠尾，将尾巴置于45℃～50℃热水中浸泡数分钟，使血管扩张。擦干鼠尾后，将尾尖剪去1～2mm（小鼠）或5mm（大鼠）。从尾根部向尾尖部按摩，血即从断端流出。
大鼠、小鼠剪尾尖取血实验
实验材料 大鼠 小鼠仪器、耗材 小动物实验台注射器酒精实验步骤 将动物固定或麻醉后，露出鼠尾，将尾巴置于45℃～50℃热水中浸泡数分钟，使血管扩张。擦干鼠尾后，将尾尖剪去1～2mm（小鼠）或5mm（大鼠）。从尾根部向尾尖部按摩，血即从断端流出。
静脉给药方法步骤
在动物实验中，静脉给药是一种常见的给药方式，静脉注射的药物不经肠壁和肝脏，直接进入体内循环，其药物吸收速度远快于其他给药方式。 在所有常规给药途径中，静脉注射也是最困难的给药方式之一。对于初学者来说，在没有指导的情况下很难上手，成功率极低。今天小编就给大家讲一讲真正给力的静脉给药方法，让新手也可以轻
静脉给药方法步骤介绍
在动物实验中，静脉给药是一种常见的给药方式，静脉注射的药物不经肠壁和肝脏，直接进入体内循环，其药物吸收速度远快于其他给药方式。 在所有常规给药途径中，静脉注射也是最困难的给药方式之一。对于初学者来说，在没有指导的情况下很难上手，成功率极低。今天小编就给大家讲一讲真正给力的静脉给药方法，
大鼠、小鼠大血管取血实验
实验材料 大鼠 小鼠仪器、耗材 小动物实验台注射器酒精实验步骤 可采用颈动（静）脉、股动（静）脉、腹主动脉等方法取血。在这些部位取血均须麻醉后固定动物，然后作动（静）脉分离手术，使其充分暴露，用注射器沿大血管平行方向刺入，抽取所需血量。或直接用剪刀剪断大血管吸取，但切断动脉时，要防止血液喷溅。
大鼠、小鼠大血管取血实验
实验方法原理可采用颈动（静）脉、股动（静）脉、腹主动脉等方法取血。在这些部位取血均须麻醉后固定动物，然后作动（静）脉分离手术，使其充分暴露，用注射器沿大血管平行方向刺入，抽取所需血量。或直接用剪刀剪断大血管吸取，但切断动脉时，要防止血液喷溅。 实验材料大鼠小鼠仪器、耗材小动物实验台注射器酒精实验步骤
注射给药法的分类和步骤
1、皮下注射：注射时，用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，将注射针刺入皮下，若针头容易摆动则证明针头已在皮下，推送药液。拔针时，轻按针孔片 刻，防药液逸出。皮下注射的部位，一般小鼠在背部，大鼠在背部或侧下腹部，豚鼠在大腿内侧、背部和肩部等皮下脂肪少的部位，兔在背部或耳根部，猫、狗常选
实验动物接种途径和接种方法试验——静脉接种
实验材料实验动物试剂、试剂盒病毒试剂仪器、耗材注射器实验步骤静脉接种。可造成病毒全身性感染，可观察病毒的致病性或机体对病毒的清除机制。(1) 小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有 3 根，左右两侧和背侧各 1根．两侧尾静脉比较容易固定，常被采用。(2) 豚鼠的静脉注射：一般采用前肢皮
狗静脉注射实验
实验材料狗仪器、耗材绳子注射器实验步骤狗静脉注射多选用前肢内侧头静脉(图1)或后肢小隐静脉（图2），注射前应先剪去注射部位的被毛，用胶带扎紧静脉近心端，使血管充盈，针尖自远心端刺入血管，有回血后，固定针头，徐徐注入药液。图1图2 展开
狗静脉注射实验
狗静脉注射多选用前肢内侧头静脉(图1)或后肢小隐静脉（图2），注射前应先剪去注射部位的被毛，用胶带扎紧静脉近心端，使血管充盈，针尖自远心端刺入血管，有回血后，固定针头，徐徐注入药液。图1图2
小鼠的正确抓取与固定方法（一）
与小白鼠相生相杀的日子，被咬伤出血真是一件很让人抓狂的事，不只是影响着身体健康。所谓一朝被蛇咬，十年怕井绳，心里的恐惧还会延误我们的课题，关乎着毕业。不懂人情世故的小编也难逃此劫，回看过去几篇文章，其实小鼠性情温顺还挺可爱的，原来它咬伤我，在于我还不懂她……因此，在日常实验中，我们应该读懂小鼠，站在
小鼠的正确抓取与固定方法（二）
操作方法①抓取小鼠，头部向上，头向后仰使口腔和食管呈直线②右手持注射器（一般用1ml的注射器配灌胃针头），从一侧口角进针，沿着上颚推至后头，以针头轻压舌根③灌胃针前端顺利进入食管后，缓慢推进，插入针时应无阻力；若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出参考给药量：小鼠0.1ml/10g体重，最
实验动物的编号、抓取和固定方法
1、实验动物的编号实验时，为了分组和辨别的方便，常需事先为实验动物进行编号。常用的编号方法如下：1）染料标记法：常用染料——红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3%～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的乙醇溶液。标记规则——根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染
近红外量子点用于败血症小鼠脑血栓在体成像
近红外成像可用于小鼠在体深层组织成像，包括淋巴结、肿瘤以及脑血管等。第二近红外窗口（1000-1400nm）荧光材料与第一近红外窗口（750-1000nm）材料比较，血液与组织的吸收及散射小，对活体组织具有更深的穿透能力，成像时呈现更高的信噪比。虽然单壁碳纳米管、稀土材料、硫化银量子点等均在第二近红
PNAS：小鼠模型需慎用，基因表达差异大
PNAS：小鼠模型需慎用，基因表达差异大 小鼠被广泛用于模拟人类代谢、疾病和药物应答，是医学研究中的一个基本工具。然而斯坦福大学的研究团队指出，人类和小鼠的基因表达存在着惊人的差异，不论是蛋白编码基因还是非编码基因。这项研究发表在十一月十七日的美国国家科学院院刊PNAS杂志上。 Mic
实验动物染毒途径和技术3
经皮肤染毒的目的有两种。一种是经皮染毒毒性试验，如经皮Lao测定常用大鼠，皮肤致癌试验常用小鼠‘另一种是皮肤刺激和致敏试验，皮肤刺激试验常用兔和豚鼠，皮肤致敏试验用豚鼠。 被毛的去除：试验前用机械法(剪剃毛)或化学法(硫化胸或硫化钡)脱毛。对兔和啮6类常用的脱毛剂处方为：①硫